轉錄因子和組蛋白通過與DNA相互作用（DNA-Protein Interaction,DPI）發揮著調控基因復制、表達、重組和修復的重要作用，在實現細胞功能的過程中至關重要。其中轉錄因子組合決定了細胞的增值、分化以及死亡，是表觀基因組學研究的重要組成部分。
研究DNA-蛋白質相互作用的實驗方法主要有凝膠阻滯實驗、DNase 1 足跡實驗、甲基化干擾實驗、體內足跡實驗和ChIP-seq等?；贜GS研究手段的ChIP-seq技術可以真實反應靶蛋白在全基因組上的結合情況，是非常經典的DNA結合位點分析方法，至今仍然在廣泛使用。
ChIP-Seq的基本實驗流程過程包括（圖1）：甲醛交聯將DNA結合蛋白和DNA緊密固定；然后抽提染色質，超聲破碎DNA斷裂，片段范圍在200-500bp之間；抗體孵育結合靶轉錄因子，Protein A/G磁珠拉取抗體-蛋白-DNA復合物；蛋白消化后再通過PCR、芯片或者二代測序對DNA序列進行鑒定。
圖1 ChIP-seq原理示意圖[1]
看似簡單，實則有幾個技術難題，如果實驗條件摸索不成熟會消耗大量時間。
首先，ChIP需要較多的細胞量，免疫共沉淀需要足夠的靶標蛋白，而靶標蛋白有限的情況下就需要提供大量的細胞；
其次，信噪比低，很多轉錄因子和染色體的結合相對松散，需要甲醛強交聯，以防止后續洗滌過程破壞這些結合，這樣導致很多非特異性信號，需要更高的數據量得到真實peak值；
此外，實驗的打斷條件、重復性差等都需要系統的摸索才能得到較好的結果。
這些因素綜合起來導致ChIP對新手非常不友好，需要采購特定的設備、很長時間的預實驗才能得到滿意的結果。
為了克服這些難題，CUT&Run以及更加成熟CUT&Tag被開發出來。2019年，美國弗雷德哈欽森癌癥研究中心的 Henikoff 博士在 Nature Communication 公開了 CUT&Tag 技術的詳細結果與實驗方案。
CUT&Tag（Cleavage Under Targets and Tagmentation, CUT&Tag）技術，它免去了甲醛交聯、超聲破碎和免疫共沉淀的過程，這樣既節省了初始實驗材料又提高了信噪比、提升了實驗重復性。
基本技術流程包括（圖2）：首先，特異性抗體和靶標蛋白孵育結合；加入Tn5轉座酶—Protein A復合物，其中Tn5轉座酶兩端已裝載好建庫接頭引物；特異性抗體和Protein A相結合，轉座酶Tn5被“拉”到轉錄因子附近；轉座酶Tn5一次性完成附近DNA打斷并完成NGS加接頭過程，可直接建庫[2]?；贑UT&Tag，單細胞轉錄因子結合位點的研究也成為可能[2]，這也展示了CUT-Tag的潛能。
圖2 CUT&Tag原理示意圖[1]
為證明Cut&Tag技術的有效性，Henikoff 博士在對組蛋白H3K27me3進行研究時對比使用了ChIP-seq、Cut&RUN、Cut&Tag三種方法。從不同角度對三組數據進行比較后，發現Cut&Tag技術具有顯著優勢，具體結果如下：
1. CUT&Tag 具有更好的信噪比和更低的背景
圖3 ChIP-Seq 、CUT&RUN、CUT&Tag實驗結果對比
2. CUT&Tag 在識別染色質特征時最高效
3. 重復性好，靈敏度高
圖5 a：CUT&Tag、CUT&RUN、ChIP-Seq三種方法分析H3K4me1組蛋白修飾：CUT&Tag在識別染色質特征時最有效，能夠給出ChIP-Seq無法讀出的信息；b：peak-Calling的對比，使用默認參數調用每種方法上的峰值，結果顯示CUT&Tag比CUT&RUN、ChIP-seq或ATAC-seq有更高的信號。
4. CUT&Tag 能對極少量細胞甚至單細胞進行分析
CUT&Tag 能夠對極少量細胞（60 個細胞）甚至單細胞進行分析。由于 PCR 之前的反應都在細胞內進行，Henikoff 博士通過分配單個細胞到 5184 納米孔，再加入帶隨機標簽的引物進行擴增的辦法，實現單細胞測序。
圖6 CUT&Tag 單細胞測序流程
一個好的抗體是CUT&Tag成功的前提！這個抗體要能識別天然構象蛋白且特異性強，最好選用文獻驗證過的抗體，實驗前并進行IP驗證。如果實在沒有合適的抗體，可以選擇標簽蛋白，如FLAG和HA等經過有效驗證的單克隆抗體。