原文獻：Lee, H.S., Han, D.H., Cho, K. et al. Integrative analysis of multiple genomic data from intrahepatic cholangiocarcinoma organoids enables tumor subtyping. Nat Commun 14, 237 (2023).
編者按：肝內膽管癌（Intrahepatic Cholangiocarcinoma，ICC）是一種預后極差的腫瘤疾病，其5年生存率低于20%，大多數患者在診斷時已到達晚期[2, 3]。在第5版世界衛生組織腫瘤分類中ICC被分為大導管（LD）和小導管（SD）兩種亞型 [6-14]。盡管預計這兩種類型腫瘤的起源、癌變以及對化療的反應會存在差異，但由于缺乏合適的體外模型，難以獲得足夠的腫瘤組織等原因，對這些差異的深入研究存在一定的困難。
近期有研究成功從膽管癌樣本中培養出成人體干細胞衍生的腫瘤類器官[15-20]，其顯示出與原發性腫瘤相似的表型與遺傳特征?；诖?，研究人員使用患者來源的類器官進行組織學亞型的前瞻性建模。結合基因組分析技術，進一步確定了ICC患者潛在的特定類型靶向通路，以便有利于未來的個性化治療。
一、研究結果
1. ICC類器官具有患者原發腫瘤的特征
HE染色結果顯示來源ICC腫瘤患者的類器官擁有與原發性腫瘤相似的表型，免疫熒光結果顯示其特異性表達膽管細胞標記物KRT19和SOX9，而未見肝細胞標記物AFP和白蛋白。進一步對ICC類器官中PD-L1的表達進行分析，發現其與原發性腫瘤組織中PD-L1的表達水平相匹配。
圖1
2、ICC類器官能夠對膽管癌腫瘤亞型進行分類
近來研究表明，根據S100P、N-cadherin和CD56的表達，ICC可分為LD型（S100P+）和SD型（N-cadherin+CD56+）。原發性腫瘤與相應類器官的組織學分析顯示，腫瘤與類器官中都含有緊湊、小而圓形的細胞。免疫組化的結果證實了預期的亞型分類，即LD型（S100P+）和SD型（N-cadherin+CD56+）。該分析結果表明腫瘤組織樣本和類器官樣本相互匹配。
圖2
對原始腫瘤組織和類器官之間的遺傳相似性進行評估，28個樣本中（13個原始腫瘤和15個腫瘤類器官）有27個（96.4%）表現出體細胞突變，包括TP53、BAP1、KRAS、ARID1A和IDH1/2的突變。與LD型相比，SD型樣本具有高比例的BAP37和IDH2/12突變，而SBS1在LD型樣本中更頻繁地表達。上述數據表明體細胞突變可同時存在于在原發腫瘤標本和類器官之中，其一致性高于70%。
圖3
3、根據轉錄組分析區分ICC亞型及功能富集分析和蛋白質互作網絡（PPI）構建
根據ICC類器官的導管類型，利用RNA測序研究其轉錄組學特征，結果顯示SD型和LD型ICC類器官的mRNA表達水平存在顯著差異。其中，GPRC5A、MUC5AC、和TFF1在LD型類器官中高表達，而APOE、SPARC和BMP10在SD型類器官中高表達。
基因集富集分析結果顯示LD型ICC類器官比SD型表現出“膽管癌2類”、“KRAS依賴性”、“TGFβ-up基因”和“ERBB-up基因”特征的顯著富集。PPI網絡分析顯示，與LD型ICC類器官相關的關鍵轉錄因子包括ATF2、ELK1、CTNNB1、FLI1和ZNF217。
圖4
4、ICC類器官預測患者的治療效果
有研究表明SD型ICC比LD型預后更好[12, 13]。對患者臨床數據和相應類器官的藥物反應的分析結果顯示，LD型中吉西他濱和順鉑組合的IC50高于SD型。然而，由于本研究的樣本量較小，因此患者之間按亞型進行簡單比較的價值有限。對患者臨床數據和腫瘤特征的進一步研究表明，SD型患者的腫瘤中位數（6.9 cm）相比LD型患者（4.2 cm）更大，且無論其亞型如何，癌癥分期都更晚。
圖5
二、編者點評：
本研究旨在開發一種個性化的、由患者衍生的、ICC亞型特異性模型。當前研究中開發的類器官模型可以克服組織質量的限制，模擬患者特征，深入研究對癌變和癌癥的發展以及可靶向途徑的發現，并為其他轉化研究提供平臺。
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參考資料：
[1]. Khan, S. A., Tavolari, S. & Brandi, G. Cholangiocarcinoma: epidemiology and risk factors. Liver Int. 39, 19–31 (2019).
[2]. Razumilava, N. & Gores, G. J. Cholangiocarcinoma. Lancet 383, 2168–2179 (2014).
[3]. Brindley, P. J. et al. Cholangiocarcinoma. Nat. Rev. Dis. Prim. 7, 65 (2021).
[4]. Bekaii-Saab, T. S., Bridgewater, J. & Normanno, N. Practical considerations in screening for genetic alterations in cholangiocarcinoma. Ann. Oncol. 32, 1111–1126 (2021).
[5]. Banales, J. M. et al. Cholangiocarcinoma 2020: the next horizon in mechanisms and management. Nat. Rev. Gastroenterol. Hepatol. 17, 557–588 (2020).
[6]. Liau, J. Y. et al. Morphological subclassification of intrahepatic cholangiocarcinoma: etiological, clinicopathological, and molecular features. Mod. Pathol. 27, 1163–1173 (2014).
[7]. Kendall, T. et al. Anatomical, histomorphological and molecular classification of cholangiocarcinoma. Liver Int. 39, 7–18 (2019).
[8]. Hayashi, A. et al. Distinct clinicopathologic and genetic features of 2 histologic subtypes of intrahepatic cholangiocarcinoma. Am. J. Surg. Pathol. 40, 1021–1030 (2016).
[9]. Akita, M. et al. Histological and molecular characterization of intrahepatic bile duct cancers suggests an expanded definition of perihilar cholangiocarcinoma. HPB 21, 226–234 (2019).
[10]. Akita, M. et al. An immunostaining panel of C-reactive protein, N-cadherin, and S100 calcium binding protein P is useful for intrahepatic cholangiocarcinoma subtyping. Hum. Pathol. 109, 45–52 (2021).
[11]. Akita, M. et al. Dichotomy in intrahepatic cholangiocarcinomas based on histologic similarities to hilar cholangiocarcinomas. Mod. Pathol. 30, 986–997 (2017).
[12]. Chung, T. & Park, Y. N. Up-to-date pathologic classification and molecular characteristics of intrahepatic cholangiocarcinoma. Front. Med. 9, 857140 (2022).
[13]. Yoon, J. G. et al. Molecular characterization of biliary tract cancer predicts chemotherapy and programmed death 1/programmed death-ligand 1 blockade responses. Hepatology 74, 1914–1931 (2021).
[14]. Komuta, M. Intrahepatic cholangiocarcinoma: tumour heterogeneity and its clinical relevance. Clin. Mol. Hepatol. 28, 396–407 (2022).
[15]. Broutier, L. et al. Human primary liver cancer-derived organoid cultures for disease modeling and drug screening. Nat. Med. 23, 1424–1435 (2017).
[16]. Saito, Y. et al. Induction of differentiation of intrahepatic cholangiocarcinoma cells to functional hepatocytes using an organoid culture system. Sci. Rep. 8, 2821 (2018).
[17]. Wang, Z. et al. Conversion therapy of intrahepatic cholangiocarcinoma is associated with improved prognosis and verified by a case of patient-derived organoid. Cancers 13, 1179 (2021).
[18]. Li, L. et al. Human primary liver cancer organoids reveal intratumor and interpatient drug response heterogeneity. JCI Insight 4, e121490 (2019).
[19]. Maier, C. F. et al. Patient-derived organoids of cholangiocarcinoma. Int. J. Mol. Sci. 22, 8675 (2021).
[20]. Saito, Y. et al. Establishment of patient-derived organoids and drug screening for biliary tract carcinoma. Cell Rep. 27, 1265–1276.e1264 (2019).