EpiCypher CUTANA™ CUT&Tag Kit升級版（Version 2）來了！升級版各方面表現都優于V1版本，

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促銷時間：即日起-2024.9.25

促銷代碼：CTK20

【 促銷產品清單 】

【 六個常見問題帶您了解CUT&Tag新變革 】

從單細胞圖譜分析、空間表觀基因組學到 FFPE 樣本分析，CUT&Tag正在成為研究熱點1-7。 CUT&Tag也是EpiCypher的研發重點。多年來，EpiCypher的團隊開發并優化了多種表觀基因組圖譜檢測方法，包括CUT&Tag、CUT&RUN和ChIP-seq。EpiCypher團隊充分利用專業知識研發的CUTANA™ CUT&Tag試劑盒，使這項令人難以置信的技術能夠走進全球更多的研究領域和實驗室。CUTANA™ CUT&Tag 試劑盒第2版現已上市，而且各方面都優于之前的版本。

從表面上看，CUT&Tag非常簡單8,9。Protein A/G的融合體在抗體標記的染色質上栓了一種過度活躍的Tn5轉座酶。激活的Tn5插入接頭序列并切割DNA，這一過程被稱為標簽化。在EpiCypher的Direct-to-PCR方法中，使用識別接頭序列的引物從反應混合物中直接擴增標記DNA，繞過文庫制備，提高對低細胞數的敏感性。整個測定過程使用的是與磁珠結合的完整細胞核，并對在使用8聯排管時的方法進行了優化，從而實現高通量工作流程和自動化解決方案。

為了簡化實驗過程，EpiCypher團隊開發了CUTANA™ CUT&Tag試劑盒，其中包括從細胞到純化的測序文庫所需的所有試劑。請注意，CUT&Tag僅推薦用于組蛋白翻譯后修飾（PTMs）的定位。 欲進一步了解如何使用CUT&Tag與其姊妹技術CUT&RUN，請您參閱這篇文章：http://www.neobioscience.com/xwzx_2376.html。

盡管已取得了一些進展，但CUT&Tag仍然是一項具有挑戰性的表觀基因組檢測技術。為了使其方法更加可靠，EpiCypher研發團隊不斷測試CUTANA™ CUT&Tag實驗方案，研究不同的緩沖液成分，調整反應條件，并測試了多種細胞類型。CUTANA™ CUT&Tag試劑盒的第二版展現了EpiCypher最新的優化成果。

? 為什么科研學者會對CUT&Tag感興趣？

科研人員之所以對CUT&Tag非常感興趣，是因為它可以讓科學家在不降低數據質量的情況下簡化實驗流程，這是ChIP不可能做到的。自從CUT&Tag出現以來，研發人員終于能夠開發出更高通量的染色質圖譜分析。與ChIP-seq相比，CUT&Tag可以使用更少的細胞，花費更少的時間，對更多的反應進行多重測序，并生成更高分辨率的數據。

? 為什么CUT&Tag比ChIP-seq和CUT&RUN快得多呢？

由于各種原因，CUT&Tag比其他染色質圖譜分析技術更快。從樣本處理的角度看，CUT&Tag無需再多花時間優化細胞裂解、交聯或染色質碎裂。CUT&Tag使用完整的細胞核，可在15分鐘內從新鮮或冷凍的細胞中獲取。然后將細胞核與固體支撐物（ConA磁珠）結合，這樣就能限制樣品的損失，并可使用磁力架快速清洗。這一特點使該方法與8聯排管兼容，進一步加快了實驗速度。

從實驗方法的角度看，直接插入測序接頭無需進行標準的文庫準備步驟，不僅節省了一天的工作時間，而且減少了樣品損失。大多數CUT&Tag實驗流程中需要純化DNA，然后進行 PCR，而EpiCypher的Direct-to-PCR策略允許實驗人員直接從CUT&Tag反應中擴增標記的DNA。因為所有的實驗過程都是在8聯排管中進行的，所以實驗人員可以將接頭引物和PCR混合物直接加入到CUT&Tag反應管中。對于時間緊張的項目，實驗人員可以在CUT&Tag第2天結束時加載測序儀，第3天就可以開始處理數據。對于科研人員來講，這樣的周轉時間非常寶貴。

? 與ChIP-seq相比，為什么在CUT&Tag中可以使用更少的細胞呢?

因為簡化了實驗流程，降低了背景信號影響，所以CUT&Tag需要的起始細胞數量較少。在 ChIP-seq中，需要交聯和染色質超聲處理或片段化來制備input的染色質。在免疫沉淀（IP）步驟中，抗體被添加到染色質片段化池中。理想情況下，抗體只與靶標結合，但免疫沉淀幾乎總是能回收非靶標片段，并在測序數據中引入背景信號或測序假象?？茖W家通常會增加細胞數量以克服背景信號影響并提高數據質量，但這種解決方法會限制低數量細胞的應用。

CUT&Tag使用與磁珠結合的完整細胞核，不需要按照傳統的IP步驟進行實驗，從而減少了背景信號影響。EpiCypher的方法還繞過了ChIP和標準文庫制備中的多個DNA純化步驟，有助于減少樣本的損失?？傊cChIP-seq相比，CUT&Tag可以減少約10倍的材料，這是非常不可思議的。

? 科研學者在使用CUT&Tag實驗操作流程時最常見的問題是什么呢?

研究者進行CUT&Tag實驗時遇到的主要問題是產量低甚至沒有產量，這可能是由多種變量影響的。產率低通常是由樣品預處理不佳、實驗過程中樣品損失、ConA磁珠結合不上以及反應混合問題造成的。這些問題都有關聯，因此解決起來比較復雜。

樣品制備不良的表現是細胞裂解、細胞核制備中有碎片或ConA磁珠結合后上清液中存在未結合的細胞核。如果樣本預處理出現上述情況，就可能無法進行標簽化，進而導致產量低。

混合不充分也是產量低的一個常見原因。保持磁珠在溶液中對檢測的成功至關重要：它有助于確?？贵w和pAG-Tn5的均勻分布，并有助于高效的indexing PCR。然而，在實驗方案中的第2天，ConA 磁珠漿會變得粘稠且難以重懸，尤其是在標記之后。雖然在處理材料時應當溫和，但如果不能很好的混合CUT&Tag反應物，就會嚴重降低產量。 EpiCypher實驗方案詳細說明了何時以及如何混合樣品，以便最終穩定地回收CUT&Tag生成的文庫。

? 新版CUT&Tag試劑盒有什么亮點呢?

版本更新的重點是幫助使用者持續生成高質量的CUT&Tag數據。EpiCypher的團隊詳細討論了實驗流程的每個步驟。比如，為什么緩沖液要使用某種成分或pH值？對細胞核或細胞生理有何影響？這些問題幫助EpiCypher團隊找到了可以改進的關鍵點。

pAG-Tn5的表征表明，酶本身并不是影響產量問題所在，且標記反應是高效的，但樣品在標記后的實驗步驟中損失了。為此，EpiCypher團隊對樣品處理、緩沖液成分、方案步驟進行了廣泛的頭對頭比較研究，并對優秀的競爭產品進行了測試。

這些實驗揭開了問題的神秘面紗。TAPS Buffer中的低鹽濃度導致了滲透性變化和細胞核裂解。混合技術也尤為重要，它是造成樣品損失的原因之一。例如，加入SDS Release Buffer后，樣品變得粘稠，無法移液。在實驗方案的其他部分，由于渦旋使材料粘在離心管邊上，也會導致樣品損失。

根據實驗結果，EpiCypher團隊去掉了標記后的低鹽 TAPS Buffer洗滌，取而代之的是含有生理鹽的Pre-Wash Buffer，以保持細胞核的完整性。EpiCypher團隊還完善了實驗流程中具體的重懸浮和混合方法，以幫助指導使用者進行最佳操作。EpiCypher內部測試了修改后的CUT&Tag實驗方案，結果發現新手和有經驗的使用者的實驗成功率都有所提高，這說明了CUT&Tag改進后的實用性。

? 這些實驗操作流程的變化適用于正在使用第1版CUTANA™ CUT&Tag Kit或DIY CUT&Tag的科研人員嗎?

是的。所有實驗流程的更改都與CUTANATM CUT&Tag Kit的第1版以及 DIY CUT&Tag流程（https://www.epicypher.com/resources/protocols/cutana-pag-tn5-resources/）兼容。

您可以使用現有的試劑盒組分來按照第2版的實驗流程操作，而不需要任何新材料！

需要注意的主要區別是試劑盒中去掉了TAPS Wash Buffer。之前使用TAPS Wash Buffer進行標記后洗滌，現在使用等體積的Pre-Wash Buffer洗滌。EpiCypher在該試劑盒中為使用者提供了充足的Pre-Wash Buffer來完成這一步驟。

【 總 結 】

CUTANA™ CUT&Tag Kit版本的更新反映了EpiCypher嚴格的研發工作。EpiCypher團隊將繼續完善CUT&Tag和CUT&RUN的相關研究，包括針對新應用和研究領域的優化。如果您有其他疑問，第2版的實驗操作流程（https://www.epicypher.com/resources/protocols/cutana-cut-and-tag-kit-manual/）也許能解決您的問題，也歡迎聯系EpiCypher中國代理商欣博盛生物咨詢。

【 參考文獻 】

1. Janssens DH et al. Scalable single-cell profiling of chromatin modifications with sciCUT&Tag. Nat Protoc 19, 83-112 (2024). https://doi.org/10.1038/s41596-023-00905-9.

2. Bartosovic M et al. Single-cell CUT&Tag profiles histone modifications and transcription factors in complex tissues. Nat Biotechnol 39, 825-35 (2021). https://doi.org/10.1038/s41587-021-00869-9.

3. Wu SJ et al. Single-cell CUT&Tag analysis of chromatin modifications in differentiation and tumor progression. Nat Biotechnol 39, 819-24 (2021). https://www.doi.org/10.1038/s41587-021-00865-z.

4. Deng Y et al. Spatial-CUT&Tag: Spatially resolved chromatin modification profiling at the cellular level. Science 375, 681-6 (2022). https://doi.org/10.1126/science.abg7216.

5. Zhang D et al. Spatial epigenome-transcriptome co-profiling of mammalian tissues. Nature 616, 113-22 (2023). https://doi.org/10.1038/s41586-023-05795-1.

6. Henikoff S et al. Direct measurement of RNA Polymerase II hypertranscription in cancer FFPE samples. bioRxiv 2024.02.28.582647 (2024). https://doi.org/10.1101/2024.02.28.582647.

7. Henikoff S et al. Epigenomic analysis of formalin-fixed paraffin-embedded samples by CUT&Tag. Nat Commun 14, 5930 (2023). https://doi.org/10.1038/s41467-023-41666-z.

8. Kaya-Okur HS et al. CUT&Tag for efficient epigenomic profiling of small samples and single cells. Nat Commun 10, 1930 (2019). https://doi.org/10.1038/s41467-019-09982-5.

9. Kaya-Okur HS et al. Efficient low-cost chromatin profiling with CUT&Tag. Nat Protoc 15, 3264-83 (2020). https://doi.org/10.1038/s41596-020-0373-x.

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